一、实验准备
1. 实验动物：选取合适的实验动物，如免疫缺陷小鼠（裸鼠等），一般6 - 8周龄，体重18 - 22g，实验前在特定环境适应性饲养3 - 5天，环境温度维持在22±2℃，湿度50% - 60%，12小时昼夜交替。
2. 细胞株：选择肝癌细胞株，提前复苏、培养，待细胞处于对数生长期时用于实验。在培养过程中，使用含10%胎牛血清、1%双抗（青霉素 - 链霉素）的DMEM培养基，置于37℃、5% CO₂培养箱中培养，定期观察细胞生长状态，当细胞融合度达到80% - 90%时进行传代或收集细胞 。
3. 实验器材与试剂：准备手术器械（手术刀、镊子、缝合针、持针器等）、注射器（1mL）、无菌生理盐水、麻醉剂（如异氟烷或戊巴比妥钠）、碘伏、酒精棉球、75%乙醇等。手术器械需提前高压灭菌，实验试剂保证无菌。
二、细胞制备
1. 细胞收集：弃去细胞培养瓶中的培养基，用PBS清洗2 - 3次，加入适量胰蛋白酶进行消化，待细胞变圆后，加入含血清的培养基终止消化，收集细胞至离心管中。
2. 细胞洗涤与计数：以1000 - 1200rpm离心5分钟，弃上清，用无菌生理盐水重悬细胞，再次离心洗涤1 - 2次。将细胞用生理盐水调整浓度至合适范围，如1×10⁷ - 5×10⁷个/mL，使用血球计数板或细胞计数仪进行准确计数。
三、动物麻醉
将小鼠置于麻醉箱中，开启异氟烷挥发器，调节浓度至2% - 3%，维持麻醉状态。若使用戊巴比妥钠，按照40 - 50mg/kg的剂量，通过腹腔注射进行麻醉。麻醉过程中密切观察小鼠的呼吸频率、角膜反射等，确保达到合适的麻醉深度 ，避免麻醉过深导致动物死亡。
四、手术操作
1. 消毒与切口：将麻醉后的小鼠仰卧固定于手术板上，用碘伏和75%乙醇对腹部皮肤进行消毒，在剑突下沿中线做一个1 - 1.5cm的纵向切口，逐层打开腹壁，暴露肝脏。
2. 细胞接种：使用1mL注射器吸取制备好的肝癌细胞悬液，避开血管，将细胞悬液缓慢注射到肝脏左叶或右叶实质内，注射量一般为50 - 100μL ，注射后停留数秒，防止细胞液反流。
3. 缝合伤口：接种完毕后，用生理盐水冲洗腹腔，将内脏归位，使用缝合针和可吸收缝线逐层缝合肌肉和皮肤，缝合后用碘伏对伤口进行消毒处理。
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